Oceń 1 gwiazdka2 gwiazdki3 gwiazdki4 gwiazdki5 gwiazdek [4]
Loading...

Problem żółwi w Polsce, zagrożenia dla ludzi i zwierząt

Od kilku lat obserwuje się w kraju wzrost zainteresowania utrzymywaniem w warunkach amatorskich rozmaitych gatunków gadów. Szczególne zainteresowanie tą grupą zwierząt, a wśród nich żółwiami, wyraźnie się nasiliło wraz ze zniesieniem ograniczeń w międzynarodowym ruchu turystycznym, tj. od początku lat dziewięćdziesiątych. Od tego czasu do kraju zaczęły napływać tysiące żółwi, jaszczurek i węży głównie z byłych republik azjatyckich Związku Radzieckiego, a ponadto z Czech, Słowacji, Niemiec oraz krajów basenu Morza Śródziemnego. Najchętniej kupowanymi gadami są bez wątpienia azjatyckie żółwie lądowe z gatunku żółw stepowy (Testudo horsfieldii) oraz żółwie wodno-lądowe z gatunku żółw czerwonolicy (Trachemys scripta elegans) (4) . Oba gatunki to najczęściej oferowane gady w większości sklepów zoologicznych w Polsce. Są też spośród gadów najczęściej spotykanymi pacjentami lecznic weterynaryjnych.

Obecność w sklepach zoologicznych dużej liczby żółwi stepowych, biorąc pod uwagę trudności w rozmnażaniu tego gatunku w warunkach niewoli, nasuwa przypuszczenie, że zostały one odłowione z środowiska naturalnego bytowania i przywiezione do Polski nielegalnie. Od początku lat dziewięćdziesiątych Ministerstwo Ochrony Środowiska nie wydało ani jednego pozwolenia na oficjalny wwóz żółwi stepowych na obszar naszego kraju. Zgodnie z załącznikiem nr 2 Konwencji Waszyngtońskiej ten gatunek żółwia wraz z innymi przedstawicielami rodziny Testudinidae został uznany za zagrożony a handel okazami tego gatunku ma być poddany ścisłej reglamentacji (16).

Żółw czerwonolicy z kolei jest jednym z nielicznych gadów hodowanych z powodzeniem w tzw. „żółwich fermach” znajdujących się między innymi na południu Stanów Zjednoczonych. Większość osobników żółwi ozdobnych znajdujących się w sprzedaży pochodzi właśnie z takiego źródła przechodząc wcześniej przez giełdy zoologiczne w Europie Zachodniej a także w Czechach.

Celem podjętych badań było określenie stanu zdrowotnego oraz składu mikroflory i parazytofauny przewodu pokarmowego u najczęściej spotykanych w krajowym handlu zwierząt i hodowlach amatorskich – lądowych żółwi z gatunku żółw stepowy (Testudo horsfieldii) oraz wodno-lądowych z gatunku (Trachemys scripta elegans). Badania te, realizowano w aspekcie poznania ewentualnych zagrożeń dla hodowców, jak też ustalenia przyczyn wysokiej śmiertelności żółwi utrzymywanych w niewoli w zróżnicowanych warunkach środowiskowych.

Ogółem badaniami klinicznymi objęto 1100 żółwi w tym 650 żółwi stepowych i 450 żółwi czerwonolicych zakwalifikowanych do czterech grup w zależności od środowiska występowania.: giełdy zoologiczne, sklepy zoologiczne, kolekcje prywatne, ogrody zoologiczne. Dokonano wnikliwej oceny warunków utrzymania żółwi w w/w środowiskach w aspekcie ich stresogenngo oddziaływania na zwierzęta zmiennocieplne określając je jako nieodpowiednie, z wyjątkiem terrariów ogrodów zoologicznych oraz nielicznych kolekcji prywatnych. Analizę przeprowadzano na podstawie szczegółowego wywiadu z właścicielami zwierząt oraz przeglądu warunków chowu w miejscu bytowania zwierząt. Ocenie poddano podstawowe parametry środowiska tj. dostosowanie temperatury otoczenia do wymagań gatunkowych, stabilność temperatury otoczenia, prawidłowość urządzenia zbiornika hodowlanego (lądowego, wodno-lądowego) z uwzględnieniem potrzeb bytowych zwierząt, jakość żywienia oraz występowanie innych niekorzystnych czynników środowiska zewnętrznego (2, 7, 8, 15). Oceniając warunki środowiskowe zwierząt na terenie giełd zoologicznych oraz w sklepach zoologicznych zwrócono uwagę na:

1. nadmierne stłoczenie żółwi w zbiornikach transportowych,
2. narażenie zwierząt na działanie niestabilnych warunków otoczenia,
3. możliwość wzajemnego zakażania i zarażania zwierząt w pojemnikach transportowych.

Badania kliniczne żółwi przeprowadzono opierając się na szczegółowym wywiadzie, obserwacji i oględzinach zwierząt (9, 10, 11). Wyniki badań wyrażono według kryteriów zawartych w tabeli 1.

Tabela 1. Ocena punktowa stanu klinicznego pobieranych do badań żółwi.

Wyszczególnienie Ocena
Bardzo dobra Pkt. Dobra Pkt. Zła Pkt.
Ruchliwość Unoszą ciało nad podłożem. 2 Posuwają pancerz po podłożu. 1 Apatyczne, brak ruchu. 0
Stan powiek Oko otwarte, brak obrzęku powiek. 2 Lekki wyciek surowiczy , nieznaczny obrzęk. 1 Zalepiona włóknikiem szpara powiekowa, silny obrzęk powiek. 0
Skóra i wytwory skóry Zachowana ciągłość, prawidłowa ilość i budowa łusek, brak ran, otarć, blizn, zmian barwy. 2 Widoczne blizny, utrata łusek, płatowe zrzucanie naskórka, otarcia. 1 Rany, otarcia, uogólnione zrzucanie naskórka, wi-doczne zmiany barwy, utrata łusek. 0
Otwory nosowe Suche, nie zalepione, symetryczne. 2 Lekki wysięk surowiczy z nozdrzy. 1 Silny wysięk ropny z nozdrzy, zalepienie. 0
Błona śluzowa jamy dziobowej Wolna od ubytków, nalotów, barwy różowej. 2 Śluz w jamie dziobowej, przekrwienie bł. śluzowej. 1 Duża ilość ciągliwego śluzu, ubytki bł. śluzowej, martwica, naloty włóknika. 0
Kształt pancerza Kształt odpowiedni dla gatunku, brak uszkodzeń, otarć, blizn, łuski stabilnie przytwierdzone do podłoża, brak zmiany barwy. 2 Zmiany krzywicze nieznacznego stopnia, stare blizny, ubytek pojedynczych łusek. 1 Silne zniekształcenia, „świeże” uszkodzenia, pęknięcia, ubytek wielu łusek, widoczne zmiany barwy. 0
Elastyczność pancerza (dorosłe) Brak elastyczności. 2 Nieznaczna elastyczność. 1 „Miękki pancerz”. 0
Kondycja* Bardzo dobra 2 Dobra 1 Zła 0

 

*Kondycję określano poprzez umieszczenie zwierząt w zawieszeniu za przednie kończyny pomiędzy kciukiem i palcem wskazującym badającego. Stan bardzo dobry określa tu długotrwałe unoszenie się żółwia wraz z chęcią uwolnienia, stan dobry to utrzymywanie się w opisanej pozycji przez kilka minut, zaś ocena zła to brak możliwości utrzymania ciała pomiędzy palcami badającego.

Próby do badań bakteriologicznych i mikologicznych, wykonanych według metodyki opisanej przez Mader’a (15) (wymazy z kloaki) pobrano od 160 żółwi, po 20 z każdej grupy po uprzednim badaniu uznającym zwierzęta za klinicznie zdrowe. Wykonano 60 badań parazytologicznych indywidualnych prób kałowych pobranych od żółwi stepowych oraz 30 badań zbiorczych prób kałowych pobranych z terrariów ogrodów zoologicznych w Warszawie, Poznaniu i Wrocławiu (17).

Badaniom sekcyjnym ( 13, 15) połączonym z badaniami cytologicznymi odcisków narządów wewnętrznych (wątroba, śledziona, płuca, nerki), badaniami bakteriologicznymi i mikologicznymi próbek narządów wewnętrznych oraz badaniami bakteriologicznymi, mikologicznymi i parazytologicznymi treści izolowanych odcinków przewodu pokarmowego (przełyk, żołądek, dwunastnica, okrężnica) poddano 40 żółwi stepowych oraz 29 żółwi czerwonolicych. Dla izolowanych i zidentyfikowanych szczepów bakterii wykonano oznaczenie antybiotykooporności (12) przy użyciu 13 rodzajów krążków antybiotykowych.
Wyniki badań bakteriologicznych zawiera tabela 2 i 3 .

Tabela 2. Procentowy skład flory bakteryjnej przewodu pokarmowego żółwi stepowych.

Gatunek drobnoustroju % zakażonej populacji żółwi stepowych
Escherichia coli 87,50
Corynebacterium spp. 52,50
Candida albicans 31,25
Citrobacter freundii 30,00
Salmonella enteritidis 28,75
Staphylococcus epidermidis 28,75
Proteus vulgaris 25,00
Streptococcus gr. viridans 15,00
Enterobacter amnigenus 13,75
Proteus mirabilis 13,75
Staphylococcus intermedius 10,00
Klebsiella pneumoniae 8,75
Klebsiella oxytoca 7,50
Pseudomonas aeruginosa 6,25
Salmonella typhimurium 6,25
Staphylococcus aureus 6,25
Enterococcus faecalis 4,00
Enterobacter cloacae 3,75
Streptococcus spp. 3,75
Aspergillus flavus 2,50
Flavobacterium sp. 2,50
Serratia liquefaciens 2,50
Acinetobacter lwoffi 1,25
Aeromonas hydrophila 1,25
Aeromonas veronii var.sobria 1,25
Aspergillus niger 1,25
Geotrichum spp. 1,25
Hafnia alvei 1,25
Micrococcus spp. 1,25
Nocardia spp. 1,25
Penicillum spp. 1,25
Rodotorula rubra 1,25

 

Tabela 3. Procentowy skład flory bakteryjnej przewodu pokarmowego żółwi czerwonolicych

Gatunek drobnoustroju % zakażonej populacji żółwi czerwonolicych
Citrobacter freundii 66,25
Candida albicans 46,25
Salmonella enteritidis 40,00
Escherichia coli 40,00
Aeromonas hydrophila 35,00
Klebsiella oxytoca 21,25
Proteus vulgaris 17,50
Proteus mirabilis 16,25
Salmonella typhimurium 11,25
Corynebacterium sp 11,25
Pseudomonas fluorescens 11,25
Streptococcus intermedius 10,00
Pseudomonas aeruginosa 10,00
Aeromonas veronii var. sobria 8,75
Serratia liquefaciens 5,00
Providentia rettgeri 5,00
Rodotorula rubra 5,00
Enterobacter amnigenus 3,75
Salmonella typhimurium 3,75
Providentia stuarti 2,50
Serratia odorifera 2,50
Aspergillus fumigatus 2,50
Morganella morgani 2,50
Providentia stuartii 2,50
Staphylococcus epidermidis 2,50
Pseudomonas fluorescens 1,25
Streptococcus ß-hemolityczny 1,25
Enterococcus faecalis 1,25
Salmonella sp. typ CO 1,25

 

Na szczególną uwagę zasługuje stosunkowo częste diagnozowanie u badanych zwierząt bezobjawowego nosicielstwa pałeczek Salmonella enteritidis i Salmonella typhimurium.
Badanie parazytologiczne prób kałowych wykazały obecność endopasożytów z rodziny Oxyuroidea (Tachygonetria robusta i Tachygonetria lobata) u 100% żółwi stepowych w środowisku giełdy zoologicznej, 75% w środowisku sklepów zoologicznych i 50% w środowisku kolekcji prywatnych. Badania wykazały obecność jaj endopasożytów w 60% prób zbiorczych z terrariów ogrodów zoologicznych.
Badania parazytologiczne treści przewodu pokarmowego żółwi stepowych pobranej śródsekcyjnie wykazały zarażenie endopasożytami 86% populacji zwierząt. Analogicznie w przypadku żółwi czerwonolicych odsetek zarażenia osiągnął wartość 80%. W jednym przypadku w badaniu parazytologicznym treści przewodu pokarmowego żółwia czerwonolicego odnaleziono dorosłe postacie glist z gatunku Angusticaecum holopterum.

 

Tabela 4. Procentowe zestawienie zarażeń pasożytami przewodu pokarmowego żółwi stepowych i czerwonolicych z uwzględnieniem miejsca pochodzenia. -badanie koproskopowe.

Środowisko Gatunek żółwia
Żółw stepowy % zarażeń Żółw czerwonolicy % zarażeń
giełdy zoologiczne 100 Nie badano
sklepy zoologiczne 75 Nie badano
kolekcje prywatne 50 Nie badano
ogrody zoologiczne 60% prób zbiorczych Nie badano

 

 

Tabela 5. Procentowe zestawienie zarażeń pasożytami przewodu pokarmowego żółwi stepowych i czerwonolicych – badanie sekcyjne.

Gatunek żółwia % zarażeń
Żółw stepowy 86
Żółw czerwonolicy 80

 

W badaniach in vitro antybiotykooporności izolowanych drobnoustrojów spośród ocenianych leków przeciwbakteryjnych najwyższą skutecznością wykazała się neomycyna, enrofloksacyna, streptomycyna i gentamycyna.

Wyniki badań i obserwacji jednoznacznie wykazują istotny wpływ środowiska utrzymywania żółwi stepowych i czerwonolicych na wskaźniki zachorowalności i śmiertelności omawianej grupy zwierząt. Obecność w składzie flory bakteryjnej przewodu pokarmowego drobnoustrojów chorobotwórczych i warunkowo chorobotwórczych, przy zaburzonym funkcjonowaniu układu immunologicznego organizmu, wskazuje na możliwość indukowania endogennych zakażeń posocznicowych u tych zwierząt. Z powodów epidemiologicznych na szczególne podkreślenie zasługuje fakt wykazania obecności w przewodzie pokarmowym żółwi stepowych i czerwonolicych (podobnie jak u innych gatunków gadów) patogennych dla człowieka serowariantów pałeczek Salmonella (1, 2, 6, 7, 14, 18).

Istotną rolę w ograniczaniu niekorzystnych skutków wzrostu zainteresowania posiadaniem w domowym terrarium żółwia czerwonolicego czy stepowego dla zwierząt oraz ich właścicieli ma odpowiednie działanie profilaktyczne w aspekcie zoohigienicznym i weterynaryjnym.

Ograniczenie możliwości zakażenia człowieka w kontakcie z żółwiami uzyskuje się przez rygorystyczne stosowanie niżej wymienionych zasad:

1. żółwie w domu przetrzymywane są w odpowiednio urządzonych terrariach. Niedopuszczalne jest utrzymywanie zwierząt „luzem” tj. podobnie jak w przypadku innych zwierząt domowych np. psa czy kota,
2. nie należy urządzać terrarium w pomieszczeniach, w których przygotowywany jest pokarm (kuchnie, jadalnie),
3. terraria powinny być poddawane systematycznemu oczyszczaniu połączonemu z dezynfekcją zbiornika i urządzeń akwarystycznych (filtry wody, urządzenia grzewcze),
4. nie należy wylewać zanieczyszczonej wody z terrarium do kuchennego zlewozmywaka – syfon jest dobrym miejscem namnażania dla drobnoustrojów,
5. po każdym bezpośrednim kontakcie ze zwierzętami należy bezwzględnie dokładnie umyć ręce.

Weterynaryjne działania profilaktyczne polegają na:

1. organizacji sześciotygodniowej kwarantanny dla nowo pozyskanych zwierząt,
2. cyklicznym (raz w roku) przeprowadzaniu badań mikrobiologicznych wymazów kałowych oraz parazytologicznych badań koproskopowych.

W przypadku stwierdzenia w badaniach mikrobiologicznych stanu bezobjawowego nosicielstwa bakterii chorobotwórczych lub względnie chorobotwórczych (szczególnie Salmonella sp.) celowym wydaje się podanie odpowiedniego antybiotyku. Spośród ocenianych w badaniach własnych leków przeciwbakteryjnych najwyższą skuteczność w świetle przewodu pokarmowego wykazuje neomycyna podawana w formie zawiesiny przy pomocy sondy do żołądka zwierzęcia.

Przy wystąpieniu objawów ogólnych zakażenia organizmu (posocznica) poza neomycyną, redukującą populację drobnoustrojów w obrębie żołądka i jelit, koniecznym staje się dodatkowe podanie antybiotyków drogą parenteralną (i.m., s.c., i.p.). W takich przypadkach najbardziej skutecznymi antybiotykami są enrofloksacyna, gentamycyna, streptomycyna i amikacyna.

Jarosław Zajączkowski

Piśmiennictwo
1. Ackman D., Drabkin P., Birkhead B., Cieślak P.: „Reptila-associated Salmonellosis: a case -control study (Abstract). In program and abstracts of 34th Intersciense Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy”. Washington DC American Society of Microbiology, 1994.
2. Aeppel T.: „Microbiologist Looks for Ways To Rid Turtles of Salmonella”. The Wall Street Journal. V 30, 1996
3. Center for Disease Control Salmonella Surveillance: Annual Summary a) 1965, b)1969 Report 85 and 87, c) 1970 Report 97, d) 1971 Report 105.
4. Cogger H.G., Zweifel R.G.: Gady i płazy, Elipsa, Warszawa 1993, s 108-125.
5. Cooper J.F, Hutchison M.F., Jackson O.F., Maurice R.J.: Manual of exotic Pets, BSAVA 1985, s. 142-160.
6. Dalton C., Hoffman R., Pape J.: „Iguana -associated salmonellosis in children.” Periatr. Infect. Dis. J. 1995: 14:319-320.
7. Fafiński Z.: Salmonelozy gadów Materiały Sesji Naukowej Puławy 17-18.06.1998 PTNW, Sekcja Patologii Zwierząt Nieudomowionych., ss. 38-41.
8. Fröhlich F.: „Wunderschöne Schmuckschildkröten” , Franckh – Kosmos Verlag – GmbH ” Co. Stuttgart 1995, s. 6-19.
9. Gabrich K., Zwart P.: „Krankheiten der Heimtiere”, III Aufl. Schlütersche 1995, s. 662-751
10. Gobel Th., Schlidger B.J.: Propadeutik und diagnostische Verfahren bei Reptilien. Prakt. Tierarzt 3, 14 – 25
11. Jacobson E.J: „Biology and Diseases of Reptiles. Laboratory Animal Medicine.” San Diego, Academic Press, 1984, pp 449 – 476.
12. Jacobson E.J.: „Zastosowanie antybiotyków w leczeniu chorób zakaźnych gadów”, Magazyn Weterynaryjny, Vol. 6, Warszawa 1996, s. 30.
13. Keymer I.: „Diseases of the chelonias: necropsy survey of terrapins and turtles”. Vet. Rec. 103: 577, 1978.
14. Lamm S.H.: „Turtle – associated salmonellosis.” I. An. Estimation of the magnitude of the problem in the United States.” An.J.Epidemid. 517,1970-1971,s. 511-517.
15. Mader D.R.: „Reptile Medicine and Surgery”, W.B. Saunders Co. Philadelphia 1996. S. 117-125.
16. Steciak J.: „Zbiór przepisów dotyczących odpraw celnych towarów objętych pozaekonomicznymi ograniczeniami obrotu z zagranicą wprowadzonych ze względu na:ochronę zdrowia ludzkiego, ochronę zwierząt i roślin, ochronę dóbr kultury.” Główny Urząd Ceł, Departament Polityki Kadrowej i Szkolenia, Warszawa 1991, s. 174-245.
17. Stefański W., Żarnowski E. „Rozpoznawanie inwazji pasożytniczych u zwierząt” Warszawa 1971, s.27-29.
18. Zaremba M.L., Borowski J.: „Mikrobiologia lekarska dla studentów medycyny” PZWL 1997.

Powiązane tematy

Dodaj swoje przemyślenie na temat artykułu