Oceń 1 gwiazdka2 gwiazdki3 gwiazdki4 gwiazdki5 gwiazdek [7]
Loading...

Testudo kleinmanni – żółw egipski

Testudo kleinmanni – żółw egipski

Jeszcze do lat 80. XX wieku żółw egipski (Testudo kleinmanni) był jednym z najmniej poznanych, „śródziemnomorskich” gatunków żółwi lądowych, tzn. zamieszkujących basen Morza Śródziemnego. Sytuacja, wraz z upowszechnieniem się procederu nielegalnego handlu i tym samym potrzebą dokładnego zbadania biologii taksonu w celu określenia skutecznych metod jego ochrony, zmieniła się diametralnie w latach 90. Obecnie, dotychczas zgromadzona wiedza pozwala nam z powodzeniem utrzymywać i przede wszystkim rozmnażać Testudo kleinmanni w niewoli, co stanowi niezmiernie istotną kwestię w przypadku gatunku krytycznie zagrożonego wyginięciem.

Testudo kleinmanni to jeden z najmniejszych gatunków żółwi lądowych na świecie. Samice osiągają maksymalną długość karapaksu (SCL – straight carapace length – prosta długość karapaksu) 14,4 cm i wagę 400 g (Farkas i in., 1997). Samce są znacznie mniejsze. Dorastają do 10,5 cm. Mogą ważyć najwyżej 200 g. Żółwie egipskie wyglądają jak „typowe żółwie śródziemnomorskie”. Karapaks jest stosunkowo wysoko sklepiony, o owalnym, a czasami trapezoidalnym kształcie. Najwyższy punkt pancerza znajduje się za jego centralną częścią. Czarne obwódki otaczają płytki rogowe karapaksu (wzory te niejednokrotnie z wiekiem zanikają). Zatem bardzo stare osobniki stają się jednolicie żółte. Płytka karkowa ma kształt typowy dla północnoafrykańskich żółwi z rodzaju Testudo. Tarczka nadogonowa najczęściej nie ulega podziałowi. Ogon nie posiada „kolca”. Plastron ma kolor bladożółty. Znajduje się na nim jedna, lub dwie pary ciemnych, trójkątnych plam (jak np. u Testudo marginata). U starszych osobników w tylnej części plastronu tworzy się zawias (pomiędzy tarczkami brzusznymi i udowymi). Na silnych, przednich kończynach zlokalizowane są trzy lub cztery rzędy bardzo dużych łusek. Głowa mała, z czarnymi, ciemnobrązowymi, błyszczącymi oczami. Skóra oliwkowo – żółta. Kończyny przednie posiadają pięć pazurów. Tylne nogi mają smukłą budowę. Ostrogi udowe, powszechne u większości podgatunków Testudo graeca, nie występują u Testudo kleinmanni. Samca charakteryzuje znacznie dłuższy, muskularny i cieńszy ogon. Samicę z kolei krótszy, o trójkątnym kształcie. To powszechna różnica między płciami u większości gatunków żółwi lądowych. Wydalają stężony kwas moczowy (oszczędna gospodarka wodna), co stanowi adaptację do ich środowiska naturalnego.

Systematyka

  • Gromada: Reptilia
  • Podgromada: Anapsida
  • Rząd: Testudines
  • Podrząd: Cryptodira
  • Rodzina: Testudinidae
  • Rodzaj: Testudo
  • Gatunek: Testudo kleinmanni Lortet, 1883

W 1869 roku po raz pierwszy, na podstawie osobnika rzekomo pochodzącego z Sindh (obecnie północno – zachodni Pakistan), nadano gatunkowi nazwę Testudo leithii (Gϋnther, 1869). W 1883 roku Lortet opisał go z kolei jako Testudo kleinmanni (Lortet, 1883). Minęły zaledwie 4 lata, kiedy uznał oba badane przez siebie taksony za synonimiczne (Lortet, 1887). W 1953 roku zdecydowano się jednak używać terminu Testudo kleinmanni, bowiem człon nazwy „leithii” przypisano już pochodzącemu z Indii żółwiowi z rodziny Pelomedusidae – Carteremys leithii (Loveridge i Williams, 1957). Nazwę Testudo kleinmanni nadano na cześć Edouarda Kleinmann’a – dyrektora egipskiego biura „Credit Lyonnais”, który odkrył niewielką populację osobników żyjących w okolicach Aleksandrii. Z filogenetycznego punktu widzenia żółw egipski najbliżej spokrewniony jest z żółwiem obrzeżonym (Testudo marginata). W 2001 roku, na podstawie cech morfologicznych populacji zamieszkującej pustynię Negev w Izraelu, opisano nowy gatunek – Testudo werneri (Perälä, 2001). Wydzielenie Testudo werneri od początku wzbudzało sporo kontrowersji, ponieważ opierało się na cechach morfologicznych (wielkość i kształt skorupy) i ubarwieniu pancerza determinowanych w dużym stopniu przez czynniki środowiskowe, fizyczne i różniących się znacznie u poszczególnych osobników tego samego gatunku. Dlatego nie można ich bezwzględnie stosować w analizie taksonomii żółwi. Rozległe badania Attum’a, S. Baha El Din’a, Carranza’y, Earley’a, Arnold’a i Kingsbury’iego (2007) i Širokỳ’iego i Fritz’a (2007) nad zwierzętami populacji zamieszkujących pustynię Negev oraz Libię potwierdziły nieprawidłowość wyodrębnienia nowego gatunku. Różnice morfometryczne cech skorupy reprezentują bowiem niską wartość taksonomiczną z powodu oczywistych korelacji z długością karapaksu i tym samym ciągłej zmiany w trakcie wzrostu.

Występowanie

Testudo kleinmanni występują w przybrzeżnych rejonach Libii, Egiptu (historyczna lokalizacja) oraz w zachodniej części pustyni Negev (południowy Izrael) w pasie sięgającym maksymalnie 60 – 100/120 km w głąb lądu. Dystrybucja żółwi egipskich ogranicza się obecnie tylko do nadmorskich regionów Libii i Izraela. Niewielka populacja (składająca się zaledwie z 10 osobników) zamieszkuje także Chroniony Obszar Zaranik w północnym Synaju. Rzeczywiste rozmieszczenie gatunku wciąż nie zostało właściwie określone. Według Fritz’a i Buskirk’a (1997) oraz Schneider’a i Schneider’a (2008) zasięg geograficzny gatunku w Libii rozciąga się od Cyrenajki (w tej części kraju naukowcy doszukują się sympatryczności Testudo kleinmanni z Testudo cyrenaica; Pieh i Perälä, 2002) na zachód, przez Zatokę Wielka Syrta, aż do Trypolitanii (północno – zachodnia Libia). Według Schleich’a (1989), Testudo graeca complex (w tym Testudo cyrenaica) i Testudo kleinmanni w Libii nie są jednak sympatryczne. Sympatryczność z Testudo graeca potwierdzono do tej pory tylko w Izraelu w Rezerwacie Przyrody Piasków Be’er Mash’abim (Bringsøe i Buskirk, 1998).

Cykl klimatyczny

Odpowiedzialna hodowla polega nie tylko na zapewnieniu podopiecznym właściwych warunków bytowych (terrarium, pokarm, woda), ale również na możliwie najdokładniejszym odwzorowaniu w zbiorniku warunków klimatycznych panujących w obrębie zasięgu ich geograficznego występowania. Czynnik ten odgrywa także kluczową rolę w odniesieniu sukcesu hodowlanego w niewoli, czyli krótko pisząc w rozmnożeniu. Głównymi determinantami klimatu północnej Afryki są: lato (czas estywacji), zima/wiosna (z niższymi temperaturami i wyższą wilgotnością oraz bujniejszą i świeżą roślinnością), wiatry wiejące z południa kontynentu i Morze Śródziemne, łagodzące warunki atmosferyczne. Lato naszych szerokości geograficznych całkiem nieźle nadaje się do odwzorowania zimy północnej części kontynentu afrykańskiego. Z tego względu warto przesunąć cały roczny cykl klimatyczny i odzwierciedlić „egipską” zimę w trakcie naszego lata (żółwie mogą wtedy z powodzeniem przebywać w terrarium ogrodowym) i z drugiej strony północnoafrykańskie lato w czasie naszej zimy (oczywiście już tylko w terrarium domowym). W dalszej części tekstu pojęcia lato i zima będą odnosiły się do pór roku panujących w naturalnym środowisku Testudo kleinmanni. Należy w tym miejscu zaznaczyć, że nie tylko temperatura, wilgotność, estywacja, czy zraszanie, ale również pokarm składają się na ostateczny sukces hodowlany. Latem ususzone rośliny podajemy zwierzętom zdecydowanie rzadziej i w znacznie mniejszych ilościach. Po karmieniu żółwie zazwyczaj bardzo szybko powracają do swoich kryjówek i kontynuują sen. Czynnik, który skłania Testudo kleinmanni do zapadnięcia w sen letni, to temperatura utrzymująca się na regularnym poziomie ponad 30°C w połączeniu z obniżającą się wilgotnością, osiągającą ostatecznie wartość 30-40%. Zima to okres obfitujący w świeżą, głównie jednoroczną roślinność. Dieta zimowa powinna składać się wyłącznie ze świeżych roślin porastających wolne od zanieczyszczeń łąki. W tym czasie temperatura i wilgotność oscylują w granicach odpowiednio 15-25°C i 60-70%. Terrarium spryskujemy letnią wodą rano i po południu (w przybliżeniu 2 litry/tydzień). Żółwie uwielbiają spijać skraplającą się wodę szczególnie z roślinności porastającej zbiornik. Niektórzy hodowcy dodają do wody niewielką ilość jodyny i soli morskiej, jednak nie jest to konieczne. Możemy także zainstalować generatory pary, które świetnie imitują poranne mgły naturalnego środowiska Testudo kleinmanni.

Tabela 1. Rozkład temperatur w niektórych egipskich miastach

Miesiąc Temperatura Kair(min/max) Aleksandria(min/max)
Styczeń °C

°F

8.6/19.1

47/66

9.3/18.3

49/65

Luty °C

°F

9.3/21

48/69

9.7/19.2

49/67

Marzec °C

°F

11.2/23.7

52/75

11.3/21

52/70

Kwiecień °C

°F

13.9/28.2

56/83

14.5/23.6

58/75

Maj °C

°F

17.4/32.4

63/90

16.7/26.5

62/80

Czerwiec °C

°F

19.9/34.5

68/95

20.4/28.2

69/83

Lipiec °C

°F

21.5/35.4

71/96

22.7/29.6

73/86

Sierpień °C

°F

21.6/34.8

71/95

22.9/30.4

73/87

Wrzesień °C

°F

19.9/23.3

68/75

21.3/29.4

71/85

Październik °C

°F

17.8/29.8

64/86

17.9/27.7

64/82

Listopad °C

°F

12.1/24.1

54/75

14.8/24.4

59/76

Grudzień °C

°F

10.4/20.7

51/69

11.2/20.4

52/69

 

Tabela 2. Roczny cykl klimatyczny na płaskowyżu Sallum

Miesiąc Najwyższa średnia temperatura [°C] Najniższa średnia temperatura [°C] Średnie opady [mm]
Styczeń 18 9 20,32
Luty 20 10 15,24
Marzec 23 12 7,62
Kwiecień 28 15 5,08
Maj 32 17 2,54
Czerwiec 34 21 0,00
Lipiec 34 22 0,00
Sierpień 33 22 0,00
Wrzesień 32 20 0,00
Październik 29 18 12,7
Listopad 24 14 10,16
Grudzień 19 10 17,78

 

Względna wilgotność wynosi zazwyczaj około 60% przez cały rok. Z prawie wszystkimi opadami mamy do czynienia w zimie. Średnia wartość opadów w regionie to około 200mm na rok. Znane skrajne dane dla Aleksandrii wynoszą od 33 do 316 mm/rok. Średnia temperatura powietrza, w przybliżeniu, to około 14°C w styczniu i 26,5°C we wrześniu, ze średnimi dziennymi wahaniami od 8°C do 10°C.

Biotop

Gatunek zamieszkuje zarówno stałe, piaszczyste wydmy (Izrael i Synaj), jak i żwirowe równiny Libii z rozproszonymi skałami i płytkimi, piaszczystymi wadisami (Baha El Din, 1994). Dominującą rośliną jest tu Artemisia monosperma. To niski krzew porastający rozległe obszary regionu. W tym środowisku drzewa praktycznie nie występują. Wraz z nadejściem pierwszych zimowych deszczy, wiele jednorocznych roślin zaczyna kiełkować. Zapewniają one pokarm przez kilka najbliższych miesięcy. Zwierzęta mają też dostęp do wody pitnej pochodzącej z opadów lub w postaci rosy. Testudo kleinmanni wykazują największą aktywność zimą. W zależności od temperatury i opadów można je spotkać nad ranem i po południu. Noce spędzają częściowo zakopane w płytkich zagłębieniach pod krzewami. Latem, w trakcie gorących i suchych miesięcy, większość jednorocznych roślin usycha. Woda pitna staje się praktycznie niedostępna. Ten czas zwierzęta spędzają w norach gryzoni, gdzie zachowuje się odpowiednio wysoka wilgotność i niższa temperatura. Jednak i w tym okresie ich aktywność nie zanika całkowicie. Notowano przypadki żółwi zmieniających swoje „lokum” nad ranem lub wieczorem. Samice składają jaja w płytkich norkach w pobliżu krzewów późną wiosną lub wczesnym latem. Młode wykluwają się wraz z nadejściem pierwszych zimowych deszczy. Zasięgi terytorialne w naturze są względnie duże. Na poddanym badaniom obszarze 5 samców zamieszkiwało powierzchnię 35 ha. Z kolei 4 samice spotkano na 16 hektarowym terenie (Geffen i Mendelssohn, 1988). Temperatura ciała większości aktywnych Testudo kleinmanni wynosi od 28 do 32°C. W Libii przemieszczające się osobniki spotykano przy temperaturze otoczenia 16°C w trakcie deszczowej pogody.

Aklimatyzacja i kwarantanna

O tym, czy żółw przeżyje, decydują pierwsze tygodnie. Testudo kleinmanni bardzo trudno się aklimatyzują i wiele zależy od warunków, w których przebywały u hodowcy (ewentualnie handlarza). Wśród osobników, które trafiły, a właściwie zostały przemycone do Polski już od początku notowano infekcje wywołane obecnością pasożytów wewnętrznych, głównie pierwotniaków i nicieni. Odwodnienie, choroby nerek, kamienie moczowe, apatia, infekcje plastronu, karapaksu, dolnych i górnych dróg oddechowych również nie należały do rzadkości. Aktualnie, ze względu na obowiązujące w naszym kraju przepisy Unii Europejskiej oraz skuteczne egzekwowanie prawa międzynarodowego (które w znaczący sposób zredukowało proceder nielegalnego handlu), zakupione przez nas żółwie egipskie, wraz z odpowiednią dokumentacją, pochodzą z hodowli. Dzięki temu prawdopodobieństwo wystąpienia powyższych problemów zdrowotnych istotnie się zmniejsza. Wiele zależy także od właściwego i jak najszybszego transportu zwierzęcia do miejsca docelowego (w jego trakcie żółwie bardzo często się przeziębiają). Dodatkowo, stres wywołany przewozem zaburza równowagę flory fizjologicznej organizmu, co powoduje z kolei intensywne namnażanie się drobnoustrojów i związane z tym powikłania. Bez względu na wszystko, każdy nowo nabyty osobnik powinien zostać poddany indywidualnej kwarantannie. Przeprowadzamy ją w terrarium lub zwykłym plastikowym pojemniku o wystarczających wymiarach 5×3 długości żółwia (długość x szerokość). Proste wyposażenie (stanowiące podłoże ręczniki papierowe -> wymieniane w razie potrzeby, kryjówka, poidełko, talerzyk na pokarm, żarówka punktowa utrzymująca dzienną temperaturę na poziomie 25-30°C -> w nocy nie powinna spadać poniżej 22°C) zapewni łatwą obserwację zwierzęcia (to znaczy jego apetytu, kondycji, aktywności, odchodów), utrzymanie czystości oraz skuteczne odrobaczanie żółwia i dezynfekcję zbiornika. Szerokiej dyskusji podlega czas trwania kwarantanny. Roczna, zalecana między innymi przez hodowców z Niemiec, pozwala, poprzez dokładne badania, na wyeliminowanie wszelkich możliwych czynników chorobotwórczych. Unika się dzięki temu niebezpieczeństwa wprowadzenia patogenu/patogenów (w tym groźnego dla żółwi egipskich wirusa opryszczki z rodziny Herpesviridae) do już istniejącej grupy osobników. W rzeczywistości jednak większość hobbystów z wielu przyczyn nie stosuje aż tak długiej kwarantanny i ogranicza ją do maksimum jednego lub kilku miesięcy.

Hodowla w niewoli

W przypadku hodowli żółwi egipskich doskonale sprawdzają się wszelkiego rodzaju zbiorniki otwarte zapewniające bardzo dobrą wentylację lub zbiorniki zamknięte, ułatwiające z kolei utrzymanie wyższego poziomu wilgotności. Do budowy terrarium można wykorzystać płyty OSB, meblowe, szkło. Testudo kleinmanni, pomimo swoich niewielkich rozmiarów, wymagają dużych przestrzeni. Dla dorosłego osobnika należy przeznaczyć terrarium o minimalnej powierzchni 1 m2.

Wiele problemów nastręcza wybór odpowiedniego podłoża. Wydaje się, że najbardziej właściwe byłoby zastosowanie mieszanki piasku, iłu, drobnego żwiru i gliny z ewentualnie niewielką domieszką ziemi ogrodowej. Taki właśnie substrat charakteryzuje przestrzenie naturalnego zasięgu występowania gatunku. Paradoks polega głównie na tym, że w warunkach hodowli niejednokrotnie obserwuje się osobniki połykające właśnie ten konkretny rodzaj podłoża, co w konsekwencji może prowadzić do poważnego w skutkach zaczopowania przewodu pokarmowego (koprostazy). Żółwie „konsumują” najczęściej grubszy żwir oraz kamyczki. Rozwiązaniem byłoby zatem wykorzystanie żwiru o bardzo drobnej granulacji, który jednak nie daje stuprocentowej gwarancji. Przypuszcza się, że zachowanie to wiąże się szczególnie z występowaniem u gadów niedoborów pokarmowych. W każdym razie może pojawić się i zaniknąć zupełnie niespodziewanie również u osobników, u których wcześniej podobnego behawioru nie obserwowano. W przypadku wystąpienia problemu należy natychmiast poddać żółwia regularnym, pobudzającym perystaltykę jelit, ciepłym kąpielom oraz usunąć niebezpieczne podłoże lub przynajmniej przełożyć gada do oddzielnego pojemnika kwarantannowego. Tylko wtedy istnieje jeszcze szansa na wydalenie przez zwierzę zalegającego w przewodzie pokarmowym podłoża. Wielu hodowców wykorzystuje także inne rodzaje substratów, między innymi darń, drobną korę sosnową, korę przekompostowaną, siano. Wysypują nimi część zbiornika. Pozostałą część wypełnia zwykle mieszanka opisana na początku rozdziału. Testudo kleinmanni nie mają w zwyczaju drążenia długich, głębokich nor, dlatego podłoże o grubości 5-8 cm w zupełności wystarczy. W miejscu przeznaczonym do składania jaj, przede wszystkim w celu zminimalizowania ewentualnego ich uszkodzenia podczas procesu oraz zapewnienia komfortu samicy, powinno być ono grubsze (10-15 cm).

Terrarium należy wyposażyć w kryjówki zapewniające poczucie bezpieczeństwa żółwi. Nadadzą się półokrągłe kawałki kory dębu korkowego, ceramiczne doniczki, rury PCV, gliniane tuby do przechowywania win. Lokalizujemy je z dala od ogrzewania. W zbiorniku umieszczamy tyle kryjówek ile jest zwierząt lub mniej, ale większych. Najważniejsze, żeby każdy osobnik miał możliwość schowania się. Istotną rolę odgrywa wilgotność i temperatura w takich schronieniach w zależności od pory roku. Zasada ta przedstawia się następująco:

  • zima – wilgotność niższa, temperatura porównywalna do otoczenia lub minimalnie wyższa
  • lato – wilgotność wyższa, temperatura niższa.

O charakterze terrarium decydują rośliny. Obsadzenie zbiornika aloesami (Aloe vera), Kalanchoe sp., trawami (na przykład kostrzewami – Festuca sp.), bylicą pospolitą (Artemisia vulgaris), turzycami tworzącymi kępy (zwierzęta chętnie będą się pod nim kryły) na pewno urozmaici zbiornik i poprawi jego wizerunek.

Płaskie kamienie i korzenie nieograniczające przestrzeni życiowej, a tylko ją wzbogacające, zmuszą żółwie do podjęcia wysiłku w momencie przemieszczania się po terrarium. Nie oznacza to jednak stworzenia zbiornika o charakterze górskim!

Rynek sprzętu elektrycznego i terrarystycznego oferuje szeroką gamę produktów wykorzystywanych przez hodowców do oświetlania i ogrzewania terrariów. Przy wyborze właściwego oświetlenia należy zwrócić szczególną uwagę na rodzaj emitowanego promieniowania, to znaczy cechującego się temperaturą barwową możliwie najbardziej zbliżoną do naturalnego światła słonecznego. Właściwość taką posiadają na przykład reflektory HQL lub świetlówki przeznaczone do hodowli roślin. Dzienna długość pracy oświetlenia powinna wynosić około 12 godzin. Najzwyklejsze żarówki punktowe z powodzeniem służą jako główne elementy grzewcze regulujące temperaturę (do 35ºC pod nimi) w zbiorniku. Tworzą miejsca cieplne, w których żółwie podwyższają temperaturę swojego ciała po nocnym ochłodzeniu oraz wygrzewają się po spożytym posiłku (ma to zasadniczy wpływ na prawidłowe funkcjonowanie przewodu pokarmowego). W grupie żółwi zamieszkujących to samo terrarium niejednokrotnie ustala się hierarchia pomiędzy osobnikami. Wzrasta wtedy konkurencja nie tylko o pokarm, kryjówki, ale również o punkty grzewcze. „Słabsze” zwierzęta są z nich wypychane i tym samym nie mają możliwości właściwego ogrzania się po karmieniu. W skrajnych przypadkach prowadzi to do koprostazy, czyli „zapchania” jelita, ale tym razem niestrawionymi resztkami roślin, wywołanej zaburzeniami w funkcjonowaniu przewodu pokarmowego. Dlatego też projekt rozmieszczenia i liczby elementów grzewczych zbiornika powinien uwzględniać nie jedno, ale co najmniej 2 lub 3 takie miejsca w zależności od wielkości grupy w terrarium. Moc promienników dostosowujemy oczywiście do rozmiarów i rodzaju terrarium. Aktywność żółwi jako zwierząt pojkilotermicznych (zmiennocieplnych) uzależniona jest od panującej aktualnie temperatury otoczenia. Stworzenie w zbiorniku stref zróżnicowanych temperatur stanowi niezmiernie istotny element umożliwiający żółwiom wybór najwłaściwszej dla siebie w danym momencie temperatury i tym samym regulację metabolizmu. Efekt taki uzyskuje się poprzez zamontowanie żarówek w jednej części terrarium, na przykład w rogu lub bliżej jednej z bocznych ścian. Drugą część tylko oświetlamy. Prawidłowa gospodarka wapniowo – fosforanowa zależy nie tylko od źródeł składników mineralnych dostarczanych wraz z pokarmem, ale przede wszystkim od syntezy w danym zakresie promieniowania świetlnego witaminy D3 w skórze (zakres promieniowania UVB -> najbardziej efektywna synteza przy długości fali 295-300 nm z maksimum przy 297 nm). Świetlówki emitujące promieniowanie UVB (10%) zawieszamy na maksymalnej wysokości 20-25 cm (tylko przy tak niewielkiej wysokości istnieje gwarancja dotarcia promieniowania do żółwi). Ostatnio na rynku pojawiły się także specjalne żarówki UVB, które montujemy z kolei w odległości około 40cm od podłoża. Opisane rozwiązania dobrze sprawdzają się szczególnie w terrariach zamkniętych. W zbiornikach otwartych istnieje możliwość wykorzystania specjalnych lamp Ultra – Vitalux firmy Osram. Przy ich eksploatacji należy pamiętać o zachowaniu szczególnej ostrożności w związku z realnym niebezpieczeństwem oparzenia zwierząt. Stosujemy je od 2 do 3 razy w tygodniu naświetlając żółwie z odległości około 1m przez godzinę. Projekt rozmieszczenia oświetlenia w terrarium powinien uwzględniać strefy półcienia, które uzyskamy poprzez zainstalowanie źródeł światła w jednej części terrarium tak, żeby druga pozostawała delikatnie zacieniona (i w niej właśnie lokalizujemy kryjówki). W przypadku dorosłych Testudo kleinmanni wszelkiego rodzaju kable, maty, czy kamienie grzejne wydają się zbędne. W naturalnym środowisku ciepło dociera przecież „z góry”. W hodowli mniejszych osobników pomagają jednak utrzymywać równomierny rozkład temperatury w obrębie całego zbiornika, co w połączeniu z wyższą wilgotnością pozytywnie wpłynie na prawidłowy wzrost młodych żółwi.

Uwagi

W sezonie (późna wiosna, lato, wczesna jesień) możemy żółwie z powodzeniem hodować we wcześniej przygotowanym terrarium ogrodowym. Z kąpieli słonecznych powinny korzystać jak najczęściej. Pamiętajmy o zapewnieniu miejsc zacienionych, kryjówek, o niższej temperaturze. Dzięki temu zwierzęta będą miały możliwość wyboru najdogodniejszych dla siebie w danym momencie warunków klimatycznych. Wybieg należy bardzo dokładnie zabezpieczyć przed potencjalnie niebezpiecznymi dla żółwi: psami, kotami, gryzoniami. W ciągu dnia gady wykazują największą aktywność w godzinach porannych i popołudniowych. Na noc zwierzęta zabieramy do terrarium wewnętrznego lub pozostawiamy w stabilizującym temperaturę i suchym inspekcie.

Żywienie

W naturalnym środowisku żółwie egipskie żywią się jednorocznymi gatunkami roślin:

  • Astralagus sp.
  • Cardus arabicus
  • Eremobium aegyptiacum
  • Hippocrepis bicontora
  • Launaea teniloba
  • Lobularia arabica
  • Neurada procumbens
  • Plantago albicans
  • Scabiosa eremophila
  • Erodium ciconium
  • Senecio esfoutainei

Żółwie egipskie, podobnie jak inne gatunki z rodzaju Testudo, to gady stricte roślinożerne. Ich dieta składa się wyłącznie z roślin o niskiej zawartości białka, węglowodanów i wysokiej zawartości błonnika (nie podajemy owoców, szczawiu, kapusty, selera, pietruszki, sałaty -> poza tymi gatunkami/odmianami posiadającymi korzystny stosunek Ca:P wynoszący minimum 2:1, białka pochodzenia zwierzęcego, czyli jaj, sera, mięsa). Polecane gatunki to między innymi mniszek lekarski, koniczyna (Trifolium sp.), babka lancetowata, szerokolistna, rozchodnik (Sedum sp.), malwa, hibiskus, krwawnik pospolity, bylica pospolita, gwiazdnica (Stellaria sp.), wrotycz pospolity, jasnota (Lamium sp.), malina, jeżyna (usuwamy kolce), dzika róża, najzwyklejsza trawa. Na początku i pod koniec sezonu aktywności, przy braku dostatecznej ilości pokarmu, musimy czasem posiłkować się dostępnymi w sklepach warzywnych: endywią (Cichorium endivia), sałatą rzymską, cykorią, marchewką (tartą), rukolą (inaczej rokietta siewna – Eruca sativa).

Sepia powinna być obecna w terrarium cały czas (niektóre osobniki w ogóle jej jednak nie konsumują). Dodatkowo, 1 lub 2 razy w tygodniu, jedzenie należy posypywać suplementami zawierającymi wapń. W celu zwiększenia przyswajalności tego pierwiastka przez żółwie, warto korzystać z różnych źródeł Ca i przygotowywać z nich mieszanki (na przykład: zmielone skorupki jaj kurzych, sepia, komercyjne preparaty – Repti Calcium Zoo Med’u, Ostercal, Calcium Vitrum D3 – zmielone muszle ostryg). Ostercal i Calcium Vitrum D3 dostępne są w aptekach. Przy zapewnieniu możliwie najbardziej urozmaiconej diety, stosowanie preparatów witaminowych wydaje się zbędne lub ograniczone co najwyżej do jednorazowego zaaplikowania w miesiącu. Świeża woda (wymieniana codziennie) powinna być stale obecna w płytkim basenie, pomimo tego że taka jej postać spotyka się niejednokrotnie z ignorancją ze strony większości osobników. Testudo kleinmanni wolą spijać kropelki rosy osadzającej się na elementach dekoracyjnych i roślinności tuż po spryskaniu lub zamgławianiu terrarium.

Rozmnażanie

Jeszcze do niedawna żółwie egipskie uchodziły za gatunek niezmiernie trudny do rozmnożenia w warunkach terraryjnych. Jednak sukcesy hodowców, między innymi tych zrzeszonych w ramach European Studbook Foundation, ukazują dynamicznie zmieniającą się tendencję na korzyść sukcesu reprodukcyjnego gatunku w niewoli. Za kilka lat, ten szeroko rozpowszechniony wśród hobbystów stereotyp kłopotliwego i ciężkiego, prawdopodobnie przejdzie do historii. Za czas krytyczny, w momencie rozpoczęcia pracy z jakimkolwiek taksonem, uchodzi okres aklimatyzacyjny do aktualnie panujących warunków. Wtedy też notuje się największą śmiertelność wśród żółwi. Mija zazwyczaj kilka miesięcy, zanim zwierzęta w pełni przyzwyczają się do nowego otoczenia, a samce zaczną wykazywać zainteresowanie samicami.
Istnieje kilka kluczowych elementów składających się na ostateczny sukces reprodukcyjny:

  • posiadanie przynajmniej pary dojrzałych płciowo osobników (najlepiej jednak dysponować większą grupą hodowlaną)
  • wręcz idealne odwzorowanie warunków klimatycznych panujących w obrębie naturalnego zasięgu występowania gatunku (temperatura oraz wilgotność zarówno w terrarium, jak i w kryjówkach, estywacja, pokarm -> świeży lub ususzony)
  • separacja płci (całoroczne trzymanie w jednym terrarium samca z samicą wiąże się z nieustannym atakowaniem i próbami kopulacji ze strony samca; w konsekwencji żółwica żyje w ciągłym stresie; prowadzi to do obniżenia końcowego sukcesu reprodukcyjnego, a w najgorszym wypadku do jego całkowitego zahamowania) i łączenie osobników tylko w trakcie sezonu godowego
  • samiec reprodukcyjny (jeden samiec nie gwarantuje niestety osiągnięcia sukcesu w rozmnożeniu gatunku; część osobników nie wykazuje jakiegokolwiek zainteresowania samicami w ogóle, a część, co nie zostało do końca wyjaśnione, traci je pomimo kilku wcześniejszych, pomyślnych sezonów rozrodczych) -> i ten właśnie element wydaje się mieć kluczowe znaczenie w końcowym sukcesie reprodukcyjnym.

Samce łączymy z samicami kilkakrotnie w trakcie sezonu godowego. Dokładnie obserwujemy ich zachowanie. Odseparowania dokonujemy w kilku przypadkach: tuż po udanej kopulacji (kiedy dojdzie do penetracji), przy braku zainteresowania żółwi względem siebie oraz przy nadmiernych zalotach i agresywności samca połączonych z niewykazywaniem chęci do rozrodu ze strony samicy (próby kopulacji nie zakończone penetracją). Zaloty Testudo kleinmanni wyglądają bardzo spektakularnie. Samce niezwykle zaciekle dążą do osiągnięcia wcześniej wyznaczonego celu, czyli kopulacji z każdą napotkaną żółwicą. Cały proces sprowadza się do „gonitw” za samicą, jej taranowania (dzięki temu zmuszona jest do zatrzymania się), okrążania i ostatecznie samego aktu kopulacji, w trakcie którego samiec wspina się na samicę, wyciąga maksymalnie szyję i wydaje charakterystyczny dźwięk przypominający „gruchanie” gołębia. Samce przejawiają oznaki agresji względem siebie tylko w momencie rywalizacji o samicę.

Po 3-4 tygodniach żółwica przystępuje do składania jaj. Najpierw nerwowo wędruje po terrarium dokładnie badając i obwąchując każde miejsce potencjalnie nadające się na gniazdo. Nie wiadomo jednak, czym samica konkretnie się kieruje i jakie mechanizmy o tym decydują. W każdym razie jej zachowanie ewidentnie świadczy o:

  • czynnym udziale w wyborze właściwej lokalizacji (zapewniającej możliwie najbardziej stabilne i pewne warunki inkubacji)
  • wpływie na dalszy los jaj i tym samym zagwarantowania wyklucia się młodych.

W zbiorniku należy zatem już wcześniej przygotować specjalną strefę, w której samice będą mogły bezproblemowo złożyć jaja. Wysypujemy ją delikatnie wilgotnym, przesianym piaskiem lub żwirkiem o bardzo drobnej granulacji (bez większych kamieni i innych elementów zagrażających jajom). Wyższa wilgotność podłoża zapobiega osuwaniu się substratu, co bardzo utrudniałoby drążenie komory lęgowej. Warstwa o grubości 10-15 cm w zupełności wystarczy. Całość „dekorujemy” trawami lub sianem (co znacznie zwiększa poczucie bezpieczeństwa i „intymności” żółwic) i ogrzewamy lampą punktową. Samice z reguły nie kopią bezpośrednio pod promiennikiem, lecz lokalizują gniazdo w obrębie jego działania. Kiedy wybiorą ostateczne miejsce, rozgrzebują je najpierw przednimi łapami. Potem proces, aż do całkowitego zakopania jaj, kontynuują kończynami tylnymi. Czynnikami świadczącymi o zbliżającym się lęgu są: podwyższenie apetytu i wzrost wagi żółwic (spowodowany przede wszystkim zwiększonym apetytem i rozwojem jaj w jajowodach). Samo składanie (od momentu wyboru miejsca do całkowitego zakamuflowania gniazda) trwa od 2 do 3 godzin. Samice znoszą od 1 do 3 jaj, rzadko 4. Głębokość gniazda wynosi zaledwie kilka centymetrów. Ze względu na znaczne straty energetyczne żółwic, należy im od razu zapewnić dostęp do wody i pokarmu. Po całkowitym zakończeniu procesu, jaja delikatnie wykopujemy i przenosimy do inkubatora typu suchego lub mokrego (nada się sprzęt zarówno profesjonalny, jak i „zrób to sam”). Inkubację prowadzimy w suchym piasku w temperaturze oscylującej w granicach 30ºC i wilgotności 65 – 75%. Dobowe amplitudy rzędu 3 – 4ºC nie wydają się wywierać negatywnego wpływu na rozwój zarodków. Istnieją dwie główne metody umieszczania jaj w substracie:

  • całkowite ich zakopanie – sposób ten pozbawia nas jednak możliwości obserwacji rozwoju jaj (nie widzimy, czy są zapłodnione, czy nie, czy gniją, czy pokrywają się pleśnią)
  • niecałkowite zakopanie – dzięki tej metodzie możemy „bezdotykowo” monitorować jaja prześwietlając je najzwyklejszą latarką skupiającą światło.

W trakcie inkubacji należy zwrócić uwagę na kilka czynników decydujących o końcowym sukcesie reprodukcyjnym:

  • suche i przewiewne podłoże – zbyt wilgotny substrat zaburza wymianę gazową przez pory zlokalizowane w skorupce jaja
  • dobra wentylacja – zapobiega akumulowaniu się dwutlenku węgla w inkubatorze (choć uważa się, że wyższe stężenie CO2 sprzyja zapoczątkowaniu kaskad reakcji prowadzących do rozwoju samic), wzrostowi pleśni; dowiedziono, że zwiększona zawartość tlenu skraca czas inkubacji, natomiast zmniejszona wydłuża proces
  • prawidłowa temperatura i wilgotność – od nich głównie zależy czas trwania inkubacji i właściwy rozwój zarodków
  • nie wolno obracać jaj! – struktura wnętrza jaja (to znaczy brak halaz) absolutnie nie stabilizuje zarodka; obracanie jajem mogłoby doprowadzić do przygniecenia embrionu woreczkiem żółtkowym i w konsekwencji jego uduszenia.

Po 3-4 tygodniach inkubacji, w przypadku zapłodnienia jaj, widać wyraźnie rozwijającą się sieć naczyń krwionośnych. Banderole, tak charakterystyczne dla początkowych stadiów rozwoju jaj na przykład Testudo horsfieldii lub Kinixys noqueyi, nie pojawiają się. Małe żółwie klują się po 83-126 dniach.

Hodowla młodych

Metoda hodowli małych żółwi wygląda bardzo podobnie do tej, wyznaczonej na podstawie wielu lat doświadczeń dla osobników dorosłych. Wykorzystujemy te same elementy dekoracyjne terrarium, ten sam sprzęt, imitujemy identyczny roczny cykl klimatyczny. Lista gatunków roślin stanowiących pokarm również nie ulega zmianie. Istnieje jednak kilka różniących się elementów, na które należałoby zwrócić uwagę. Są to:

  • znacznie zwiększony udział wapnia w stosunku do fosforu (co najmniej 5:1) w diecie (suplementację pokarmu mieszanką zawierającą wapń przeprowadzamy 2-3 razy w tygodniu)
  • częstsze karmienie (najlepiej codzienne, ewentualnie z jednym dniem „postu”)
  • mniejsza, jednorazowa ilość pokarmu
  • podwyższona wilgotność w obrębie terrarium -> szczególnie w kryjówkach (w naturalnym środowisku mniejsze osobniki prowadzą zdecydowanie bardziej skryty tryb życia, tym samym doświadczają zupełnie innego mikroklimatu, aniżeli zwierzęta dorosłe – udowodniono, że wyższa wilgotność stanowi jeden z czynników wpływających na równy, wolny, czyli prawidłowy wzrost).

Zagrożenia

Testudo kleinmanni należy do gatunków krytycznie zagrożonych wyginięciem. Umieszczony został w załączniku I Konwencji Waszyngtońskiej oraz w aneksie A do przepisów prawa obowiązującego na terenie Unii Europejskiej. Oznacza to kompletny zakaz handlu osobnikami pochodzącymi ze środowiska naturalnego. Chroni go także prawo egipskie (władze Libii nie doszły jeszcze do takiego samego wniosku). Niestety, nielegalny handel, degradacja i pustynnienie habitatu, rolnictwo, wypas zwierząt domowych, rozwijający się przemysł (w tym także turystyczny) oraz ekspansja ludzka stanowią poważny problem dla populacji żółwi egipskich. Ogólną populację Testudo kleinmanni szacuje się na 7470 osobników, z czego 5000 to osobniki dorosłe. W Egipcie (po wschodniej stronie Delty Nilu) gatunek ten całkowicie wyginął. Na szczęście prowadzi się programy hodowlane i informacyjne mające na celu ochronę zwierząt w tym kraju (The Egyptian Tortoise Conservation Program). Powstają także specjalne, monitorowane obszary. Widzimy zatem pewne światło w tunelu. Jednak bez znacznego ograniczenia handlu i ekspansji ludzkiej, przyszłość Testudo kleinmanni należy rozpatrywać w kategorii „wielkiej niepewności”.

Uwagi

  • Nie nadaje się dla początkujących terrarystów
  • Nie hibernuje
  • Hodujemy go w ścisłej izolacji, tzn. bez możliwości kontaktu osobnika z przedstawicielem jakiegokolwiek innego gatunku

Literatura
Jedyna do tej pory książka na temat biologii, ochrony i hodowli żółwia egipskiego ukazała się właśnie Polsce:
Maślak R., Kaźmierczak M. (2010): Żółw egipski (Testudo kleinmanni Lortet, 1883). Biologia i problemy ochrony. Wydawnictwo Lineart, Warszawa. ISBN 978-83-927375-1-3
Zajrzyj na stronę i kup: www.egipski.wordpress.com

 

Opracowanie i źródła informacji

Tekst opracował Mikołaj Kaźmierczak na podstawie własnych doświadczeń i poniższej literatury:

  1. Attum O., Baha El Din S.M., Carranza S., Ryan E., Arnold E.N., Kingsbury B. 2007. An evaluation of the taxonomic validity of Testudo werneri. Amphibia–Reptilia 28: 393–401.
  2. Baha El Din S.M. 1994. Status of the Egyptian Tortoise Testudo kleinmanni in Egypt. A Report on the Reports of a Recent Assessment of the Conservation Status of the Species in Egypt. Turtle Recovery Programme and Wildlife Conservation Society.
  3. Balcar M. 1996. Želva egyptská – Testudo (Pseudotestudo) kleinmanni (Lortet, 1883), její chov a rozmnożeni v teráriu ZOO Brno. Chamaeleo 6: 21–30.
  4. Bringsøe H., Buskirk J.R. 1998. Distribution of Testudo kleinmanni Lortet, 1883 and Testudo graeca Linnaeus, 1758 in the Negev desert, southern Israel (Reptilia: Testudines: Testudinidae). Faunistische Abhandlungen Staatliches Museum für Tierkunde Dresden 21 (Suppl. 4): 23–30.
  5. Dathe F. 2003. Pflege und Vermehrung der Ägyptischen Landschildkröte, Testudo kleinmanni (Lortet, 1883), im Tierpark Berlin–Friedrichsfelde. Milu 11(2): 156–169.
  6. Farkas B.L., Sasvári L., Buskirk J.R. 1997. Maximum Size of the Egyptian Tortoise, Testudo kleinmanni. Chelonian Conservation and Biology 2(3): 415.
  7. Fritz U., Buskirk J.R. 1997. The Occurrence of Testudo kleinmanni in Tripolitania. Casopis Národniho Muzea Rada Prirodovedná 167: 143–144.
  8. Fritzsche M., Fritzsche D. 2002. Experiences in keeping and breeding of Testudo kleinmanni Lortet, 1883–the Egyptian Tortoise. Radiata (English edition) 11(2): 31–39.
  9. Gad J. 2000. Die Haltung und Zucht der Ägyptischen Landschildkröte Testudo kleinmanni. Salamandra 36(2): 113–120.
  10. Gad J. 2001. Vorschläge zur Ernährung der Ägyptischen Landschildkröte Testudo kleinmanni Lortet, 1883 in menschlicher Obhut. Emys 8(3): 18–34.
  11. Geffen E., Mendelssohn H. 1988. Home range use and seasonal movements of the Egyptian tortoise (Testudo kleinmanni) in the northwestern Negev, Israel. Herpetologica 44(3): 354–359.
  12. Geffen E., Mendelssohn H. 1989. Activity patterns and thermoregulatory behavior of the Egyptian tortoise Testudo kleinmanni in Israel. Journal of Herpetology 23: 404–409.
  13. Geffen E. 1990. The threatened Egyptian tortoise (Testudo kleinmanni): proposal for a reserve at Holot Agur (western Negev, Israel). British Herpetological Society Bulletin 32: 6–8.
  14. Geffen E., Mendelssohn H. 1991. Preliminary study on the breeding pattern of the Egyptian tortoise, Testudo kleinmanni, in Israel. Herpetological Journal 1(12): 574–577.
  15. Günther A. 1869. Report on two collections of Indian reptiles. Proceedings Zoological Society of London 1869: 500–507.
  16. Highfield A., Martin J. 1995. Captive Breeding of the Egyptian tortoise (Testudo kleinmanni). Reptiles July: 48–52.
  17. Lortet L. 1883. Études zoologiques sur la faune du Lac de Tibériade suivies d’un aperçu sur la faune des lacs d’Antioche et de Homs. I. Poissons et reptiles du Lac de Tibériade et de quelques autres parties de la Syrie. Archives du Muséum d’Histoire Naturelle de Lyon 3: 13–90.
  18. Lortet L. 1887. Observations sur les tortues terrestres et paludines du bassin de la Méditerranée. Archives du Muséum d’Histoire Naturelle de Lyon 4: 1–26.
  19. Loveridge A., Williams E.E. 1957. Revision of the African tortoises and turtles of the suborder Cryptodira. Bulletin of the Museum of Comparative Zoology 115(6): 163–557.
  20. Perälä J. 2001. A New Species of Testudo (Testudines: Testudinidae) from the Middle East, with Implications for Conservation. Journal of Herpetology 35(4): 567–582.
  21. Perälä J. 2005. Assessment of the Threatened Status of Testudo kleinmanni Lortet,1883 (Testudines: Testudinidae) for the IUCN Red List. Chelonian Conservation and Biology 4(4): 891–898.
  22. Perälä J. 2006. Assessment of the Threatened Status of Testudo werneri Perälä, 2001 (Testudines: Testudinidae) for the IUCN Red List. Chelonian Conservation and Biology 5: 57–66.
  23. Pieh A., Perälä J. 2002. Variabilität von Testudo graeca Linnaeus, 1758 im östlichen Nordafrika mit Beschreibung eines neuen Taxons von der Cyrenaika (Nordostlibyen). Herpetozoa 15(1/2): 3–28.
  24. Schleich H.H. 1989. Merkmalsausbildungen an Landschildkröten in Nordost–Libyen (Testudines: Testudinidae). Herpetozoa 1(3/4): 97–108.
  25. Schneider C., Schneider W. 2008. The Egyptian Tortoise, Testudo kleinmanni Lortet, 1883 in Libya. Salamandra 44(3): 141–152.
  26. Širokỳ P., Fritz U. 2007. Is Testudo werneri distinct species?. Biologia 62(2): 228–231.
  27. Stettner A. 2006. Captive maintenance and breeding of the Egyptian tortoise (Testudo kleinmanni). W: Artner H., Farkas B.L., Loehr V. (red.). Proceedings: International Turtle & Tortoise Symposium Vienna 2002. Edition Chimaira, Frankfurt am Main, str. 554–563.

Powiązane tematy

Dodaj swoje przemyślenie na temat artykułu